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Criptocromo

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Criptocromo-1
Criptocromo
Estrutura cristalográfica do Criptocromo-1
Indicadores
Símbolo CRY2
OMIM 603732
RefSeq NP_066940
UniProt Q49AN0
Outros dados
Locus Cr. 12 q23.3

Criptocromos (do grego κρυπτός χρώμα, "cor oculta") são uma classe de flavoproteínas encontradas em plantas e animais sensíveis à luz azul. Eles estão envolvidos nos ritmos circadianos e na detecção de campos magnéticos em várias espécies. O nome criptocromo foi proposto como uma aglutinação combinando a natureza cromática do fotorreceptor e os organismos criptogâmicos nos quais muitos estudos de luz azul foram realizados.[1][2]

Os dois genes Cry1 e Cry2 codificam as duas proteínas criptocromo CRY1 e CRY2.[3] Em insetos e plantas, CRY1 regula o relógio circadiano de forma dependente da luz, enquanto que em mamíferos, CRY1 e CRY2 atuam como inibidores independentes de luz dos componentes CLOCK-BMAL1 do relógio circadiano.[4] Nas plantas, a fotorrecepção de luz azul pode ser usada para apontar sinais de desenvolvimento.[5] Além das clorofilas, os criptocromos são as únicas proteínas conhecidas por formar pares radicais fotoinduzidos in vivo.[6]

Os criptocromos têm sido o foco de vários esforços atuais em optogenética. Empregando a transfecção, estudos iniciais em leveduras capitalizaram o potencial da heterodimerização de Cry2 para controlar processos celulares, incluindo a expressão gênica, pela luz.

Descoberta

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Embora Charles Darwin tenha documentado pela primeira vez as respostas das plantas à luz azul na década de 1880, não foi até a década de 1980 que a pesquisa começou a identificar o pigmento responsável.[7] Em 1980, os pesquisadores descobriram que o gene HY4 da planta Arabidopsis thaliana era necessário para a sensibilidade da planta à luz azul e, quando o gene foi sequenciado em 1993, apresentou alta homologia de sequência com a fotoliase, uma proteína de reparo do DNA ativada pela luz azul.[8] Em 1995, ficou claro que os produtos do gene HY4 e seus dois homólogos humanos não exibiam atividade de fotoliase e eram, em vez disso, uma nova classe de fotorreceptores de luz azul hipotetizados como sendo fotopigmentos circadianos.[9] Em 1996 e 1998, homólogos de Cry foram identificados em Drosophila e camundongos, respectivamente.[10][11]

História evolutiva e estrutura

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Criptocromos (CRY1, CRY2) são proteínas evolutivamente antigas e altamente conservadas que pertencem à superfamília das flavoproteínas que existe em todos os reinos da vida.[5] Todos os membros desta superfamília têm as características de um domínio de homologia de fotoliase N-terminal (PHR). O domínio PHR pode se ligar ao cofator flavina adenina dinucleotídeo (FAD) e a um cromóforo coletor de luz.[5] Os criptocromos são derivados de e intimamente relacionados às fotoliases, que são enzimas bacterianas as quais são ativadas pela luz e envolvidas no reparo de danos no DNA induzidos por UV. Em eucariotos, os criptocromos não retêm mais essa atividade enzimática original.[12] A estrutura do criptocromo envolve uma dobra muito semelhante à da fotoliase, com uma única molécula de FAD ligada de forma não covalente à proteína.[5] Essas proteínas têm comprimentos e superfícies variáveis na extremidade C-terminal, devido às mudanças no genoma e na aparência que resultam da falta de enzimas de reparo do DNA. O gráfico de Ramachandran[13] mostra que a estrutura secundária da proteína CRY1 é principalmente uma alfa-hélice destra com pouca ou nenhuma sobreposição estérica.[14] A estrutura de CRY1 é quase inteiramente composta por alfa-hélices, com vários laços e poucas folhas beta. A molécula é organizada como um feixe ortogonal.[5]

Função

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Fototropismo

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Nas plantas, os criptocromos mediam o fototropismo, ou crescimento direcional em direção a uma fonte de luz, em resposta à luz azul. Esta resposta é agora conhecida por ter seu próprio conjunto de fotorreceptores, as fototropinas.

Ao contrário dos fitocromos e fototropinas, os criptocromos não são quinases. Seu cromóforo de flavina é reduzido pela luz e transportado para o núcleo da célula, onde afeta a pressão de turgescência e causa o alongamento subsequente do caule. Para ser específico, Cry2 é responsável por cotilédones mediados por luz azul e expansão foliar. A superexpressão de Cry2 em plantas transgênicas aumenta a expansão dos cotilédones estimulada pela luz azul, o que resulta em muitas folhas largas e sem flores, em vez de algumas folhas primárias com uma flor.[15] Uma dupla mutação de perda de função nos genes Arabidopsis thaliana Early Flowering 3 (elf3) e Cry2 atrasa a floração sob luz contínua e demonstrou acelerá-la durante dias longos e curtos, o que sugere que Arabidopsis CRY2 pode desempenhar um papel na aceleração do tempo de floração durante a luz contínua.[16]

Fotomorfogênese

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Os receptores de criptocromos fazem com que as plantas respondam à luz azul via fotomorfogênese. Eles ajudam a controlar o desenvolvimento de sementes e plântulas, bem como a mudança do estágio de desenvolvimento vegetativo para o de floração. Em Arabidopsis, foi demonstrado que os criptocromos controlam o crescimento das plantas durante condições de luz azul abaixo do ideal.[17]

Captura de luz

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Apesar de muitas pesquisas sobre o tema, a fotorrecepção e fototransdução de criptocromos em Drosophila e Arabidopsis thaliana ainda é pouco compreendida. Os criptocromos são conhecidos por possuírem dois cromóforos: pterina (na forma de ácido 5,10-meteniltetrahidrofólico (MTHF)) e flavina (na forma de FAD).[18] Ambos podem absorver um fóton e, em Arabidopsis, a pterina parece absorver em um comprimento de onda de 380 nm e flavina a 450 nm. Estudos anteriores apoiaram um modelo pelo qual a energia capturada pela pterina é transferida para a flavina. Sob este modelo de fototransdução, o FAD seria então reduzido a FADH, que provavelmente medeia a fosforilação de um determinado domínio no criptocromo. Isso poderia desencadear uma cadeia de transdução de sinal, possivelmente afetando a regulação gênica no núcleo da célula.[19]

Uma nova hipótese[20] propõe que em criptocromos de plantas, a transdução do sinal de luz em um sinal químico que pode ser detectado por moléculas parceiras pode ser desencadeada por uma carga negativa fotoinduzida dentro da proteína―no cofator FAD ou no ácido aspártico vizinho. Essa carga negativa repeliria eletrostaticamente a molécula de ATP ligada à proteína e, portanto, também o domínio C-terminal da proteína, que cobre o bolsão de ligação do ATP antes da absorção do fóton. A mudança resultante na conformação da proteína pode levar à fosforilação de locais de fosforilação anteriormente inacessíveis no terminal C e o dado segmento fosforilado poderia então liberar o fator de transcrição HY5 competindo pelo mesmo local de ligação no regulador negativo da fotomorfogênese COP1.[21][22]

Um mecanismo diferente pode funcionar em Drosophila. O verdadeiro estado fundamental do cofator flavina em CRY de Drosophila ainda é debatido, com alguns modelos indicando que o FAD está em uma forma oxidada,[23] enquanto outros suportam um modelo no qual o cofator flavina existe na forma radical aniônica FAD-•. Recentemente, pesquisadores observaram que o FAD oxidado é facilmente reduzido a FAD-• pela luz. Além disso, mutações que bloqueavam a fotorredução não tiveram efeito na degradação induzida pela luz do CRY, enquanto mutações que alteraram a estabilidade do FAD-• destruíram a função fotorreceptora do CRY.[24][25] Essas observações fornecem suporte para um estado fundamental de FAD-•. Pesquisadores também propuseram recentemente um modelo no qual FAD- é excitado para seu estado dubleto ou quarteto pela absorção de um fóton, que então leva a uma mudança conformacional na proteína CRY.[26]

Nos olhos de esponja, o criptocromo receptivo à luz azul também é expresso. A maioria dos olhos de animais utiliza proteínas opsinas fotossensíveis expressas em neurônios para comunicar informações do ambiente de luz ao sistema nervoso, enquanto as larvas de esponjas usam olhos pigmentados em formato de anel para mediar a natação fototática. No entanto, apesar de possuir muitos outros receptores acoplados à proteína G (GPCRs), o genoma totalmente sequenciado de Amphimedon queenslandica, uma larva de demosponja, aparentemente não possui um gene para um pigmento opsina sensível à luz, sugerindo que os olhos únicos da esponja podem ter evoluído um novo mecanismo de detecção de luz. Pesquisas usando sondas de RNA indicaram que um dos dois criptocromos, Aq-Cry2, era produzido perto das células oculares simples da esponja. Aq-Cry2 não possui atividade de fotoliase e contém um cofator à base de flavina que responde a comprimentos de onda de luz que também medeiam o comportamento fótico das larvas. Definido como um GPCR do clado de opsina, possui uma lisina de base Shiff conservada que é central para a função da opsina. Como outras esponjas, A. queenslandica não possui sistema nervoso. Isso indica que os olhos de esponja sem opsina utilizam o criptocromo, juntamente com outras proteínas, para direcionar ou agir no comportamento fototático mediado pelo olho.[27]

Ritmo circadiano

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Estudos em animais e plantas sugerem que os criptocromos desempenham um papel fundamental na geração e manutenção dos ritmos circadianos.[28] Da mesma forma, os criptocromos desempenham um papel importante no entrainment dos ritmos circadianos nas plantas.[29] Em Drosophila, o criptocromo (dCRY) atua como um fotorreceptor de luz azul que modula diretamente a entrada de luz no relógio circadiano,[30] enquanto em mamíferos, os criptocromos (CRY1 e CRY2) atuam como repressores de transcrição dentro do relógio circadiano.[31] Alguns insetos, incluindo a borboleta monarca, têm ambas uma versão de criptocromo semelhante a um mamífero e uma versão semelhante a Drosophila, fornecendo evidências de um mecanismo de relógio ancestral envolvendo papéis de detecção de luz e repressão transcricional para o criptocromo.[32][33]


Mutantes Cry alteraram os ritmos circadianos, mostrando que Cry afeta o marcapasso circadiano. Drosophila com Cry mutado exibe pouca ou nenhuma ciclagem de mRNA.[34] Uma mutação pontual em cryb, que é necessária para a associação de flavina na proteína CRY, resulta em nenhum ciclo de proteína PER ou TIM em DD (constante escuridão) ou LD/CE (ciclo claro-escuro).[35] Além disso, os ratos que carecem de genes Cry1 ou Cry2 exibem períodos de free-running diferencialmente alterados, mas ainda são capazes de fotoarrastamento. No entanto, camundongos que não possuem Cry1 e Cry2 são arrítmicos em CE e DD e sempre têm altos níveis de mRNA Per1. Esses resultados sugerem que os criptocromos desempenham um papel fotorreceptor, além de atuarem como reguladores negativos da expressão do gene Per em camundongos.[36]

Em Drosophila

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Em Drosophila, o criptocromo funciona como um fotorreceptor de luz azul. A exposição à luz azul induz uma conformação semelhante à do mutante CRY sempre ativo com uma deleção C-terminal (CRYΔ).[26] A meia-vida desta conformação é de 15 minutos no escuro e facilita a ligação de CRY a outros produtos de gene relógio, PER e TIM, de forma dependente da luz.[4][26][30][37] Uma vez ligado pelo dCRY, o dTIM é comprometido com a degradação pelo sistema ubiquitina-proteassoma.[26][37]

Embora os pulsos de luz não sejam arrastados, os ciclos CE de fotoperíodo completos ainda podem conduzir a ciclagem nos neurônios ventrais-laterais no cérebro de Drosophila. Esses dados, juntamente com outros resultados, sugerem que o CRY é o fotorreceptor autônomo da célula para os relógios corporais em Drosophila e pode desempenhar um papel no arrastamento não paramétrico (arrasto por pulsos de luz discretos e curtos). No entanto, os neurônios laterais recebem informações de luz através da via CRY de luz azul e da via rodopsina. Portanto, o CRY está envolvido na percepção da luz e é uma entrada para o relógio circadiano, porém não é a única entrada para a informação luminosa, pois um ritmo sustentado tem sido demonstrado na ausência da via CRY, no qual se acredita que a rota da rodopsina esteja fornecendo alguma entrada de luz.[38] Recentemente, também foi demonstrado que existe uma resposta à luz mediada por CRY que é independente da interação circadiana clássica CRY-TIM. Acredita-se que este mecanismo requer um mecanismo baseado em redox de flavina que é dependente da condutância do canal de potássio. Esta resposta de luz mediada por CRY demonstrou aumentar o disparo do potencial de ação dentro de segundos de uma resposta de luz em Drosophila nocaute de opsina.[39]

O criptocromo, como muitos genes envolvidos no ritmo circadiano, mostra o ciclo circadiano nos níveis de mRNA e proteína. Em Drosophila, as concentrações de mRNA Cry ciclam sob um ciclo claro-escuro, com altos níveis na luz e baixos níveis no escuro. Essa ciclagem persiste em escuridão constante (dark-dark), mas com amplitude diminuída. A transcrição do gene Cry também cicla com uma tendência semelhante. Os níveis de proteína CRY, no entanto, ciclam de uma maneira diferente da transcrição de Cry e dos níveis de mRNA. No CE, a proteína CRY tem níveis baixos na luz e altos no escuro e, em DD, os níveis de CRY aumentam continuamente ao longo do dia e da noite subjetiva. Assim, a expressão de CRY é regulada pelo relógio no nível transcricional e pela luz no nível translacional e pós-traducional.[34]

A superexpressão de Cry também afeta as respostas à luz circadiana. Em Drosophila, a superexpressão de Cry aumenta a sensibilidade das moscas à luz de baixa intensidade. Essa regulação leve dos níveis de proteína CRY sugere que CRY tem um papel circadiano a montante de outros genes e componentes do relógio.[34]

Em mamíferos

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O criptocromo é um dos quatro grupos de genes/proteínas de relógio de mamíferos que geram um loop de feedback negativo de tradução de transcrição (TTFL), juntamente com Period (PER), CLOCK e BMAL1. Nessa alça, as proteínas CLOCK e BMAL1 são ativadores da transcrição, que juntas se ligam aos promotores dos genes Cry e Per e ativam sua transcrição. As proteínas CRY e PER então se ligam umas às outras, entram no núcleo e inibem a transcrição ativada por CLOCK-BMAL1.[40]

Em camundongos, a expressão de Cry1 exibe ritmos circadianos no núcleo supraquiasmático, uma região do cérebro envolvida na geração de ritmos circadianos, com os níveis de mRNA atingindo o pico durante a fase clara e atingindo um mínimo no escuro. Essas oscilações diárias de expressão são mantidas em constante escuridão.[41]

Embora CRY tenha sido bem estabelecido como um homólogo de TIM em mamíferos, o papel de CRY como fotorreceptor em mamíferos tem sido controverso. Os primeiros trabalhos indicaram que o CRY tem funções independentes e dependentes da luz. Um estudo em 2000 indicou que camundongos sem rodopsina, mas com criptocromo, ainda respondem à luz; no entanto, em camundongos sem rodopsina ou criptocromo, a transcrição de c-Fos, um mediador da sensibilidade à luz, cai significativamente.[42] Nos últimos anos, os dados apoiaram a melanopsina como o principal fotorreceptor circadiano, em particular as células de melanopsina que medeiam o arrastamento e a comunicação entre o olho e o núcleo supraquiasmático (NSQ).[43] Uma das principais dificuldades em confirmar ou negar o CRY como um fotorreceptor de mamífero é que quando o gene é nocauteado o animal fica arrítmico, por isso é difícil medir sua capacidade como puramente um fotorreceptor. No entanto, alguns estudos recentes indicam que o CRY humano pode mediar a resposta à luz em tecidos periféricos.[44]

O ritmo circadiano normal dos mamíferos depende criticamente da expressão retardada de Cry1 após a ativação do promotor Cry1. Enquanto os ritmos na ativação do promotor Per2 e os níveis de mRNA Per2 têm quase a mesma fase, a produção de mRNA Cry1 é atrasada em aproximadamente quatro horas em relação à ativação do promotor Cry1.[45] Esse atraso é independente dos níveis de CRY1 ou CRY2 e é mediado por uma combinação de elementos E/E'-box e D-box no promotor e elementos de ligação RevErbA/ROR (RREs) no primeiro íntron do gene.[46] A transfecção de células arrítmicas double-knockout Cry1−/− Cry2−/− com apenas o promotor Cry1 (causando expressão constitutiva de Cry1) não é suficiente para resgatar a ritmicidade. A transfecção dessas células com o promotor e o primeiro íntron é necessária para a restauração dos ritmos circadianos nessas células.[46]

Magnetorrecepção

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Magnetorrecepção é um sentido que permite que um organismo detecte um campo magnético para perceber direção, altitude ou localização. Dados experimentais sugerem que os criptocromos nos neurônios fotorreceptores dos olhos das aves estão envolvidos na orientação magnética durante a migração.[47] Acredita-se também que os criptocromos sejam essenciais para a capacidade dependente da luz da Drosophila de detectar campos magnéticos.[48] Campos magnéticos já foram relatados como afetando criptocromos também em plantas Arabidopsis thaliana: o comportamento de crescimento parecia ser afetado por campos magnéticos na presença de luz azul (mas não vermelha).[49] No entanto, esses resultados mais tarde se mostraram irreprodutíveis sob condições estritamente controladas em outro laboratório, sugerindo que os criptocromos de plantas não respondem a campos magnéticos.[50]

O criptocromo forma um par de radicais com spins correlacionados quando expostos à luz azul.[51][52] Os pares de radicais também podem ser gerados pela reoxidação escura independente da luz do cofator flavina pelo oxigênio molecular através da formação de pares de radicais FADH-superóxido correlacionados com spin.[53] A magnetorrecepção é hipotetizada como funcionando através do efeito do campo magnético circundante na correlação (paralela ou antiparalela) desses radicais, o que afeta o tempo de vida da forma ativada de criptocromo. A ativação do criptocromo pode afetar a sensibilidade à luz dos neurônios retinais, com o resultado geral de que o animal pode sentir o campo magnético.[54] Os criptocromos animais e as fotoliases animais intimamente relacionadas (6-4) contêm uma cadeia mais longa de triptofanos transportadores de elétrons do que outras proteínas da superfamília criptocromo-fotoliase (uma tétrade de triptofano em vez de uma tríade).[55][56] A cadeia mais longa leva a uma melhor separação e a mais de 1000 vezes mais tempo de vida dos pares de radicais flavina-triptofano fotoinduzidos do que em proteínas com uma tríade de triptofanos.[55][56] A ausência de recombinação seletiva de spin desses pares de radicais nas escalas de tempo de nanossegundos a microssegundos parece ser incompatível com a sugestão de que a magnetorrecepção por criptocromos eseja baseada na reação direta da luz.

Referências

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  1. ↑ Gressel, J. (1979). «Blue Light Photoreception». Photochemistry and Photobiology (em inglês). 30 (6): 749–754. ISSN 1751-1097. doi:10.1111/j.1751-1097.1979.tb07209.x 
  2. ↑ Yang Z, Liu B, Su J, Liao J, Lin C, Oka Y (12 de novembro de 2016). «Cryptochromes Orchestrate Transcription Regulation of Diverse Blue Light Responses in Plants». Photochemistry and Photobiology. 39 (1). PMID 27861972. doi:10.1111/php.12663 
  3. ↑ van der Spek PJ, Kobayashi K, Bootsma D, Takao M, Eker AP, Yasui A (outubro de 1996). «Cloning, tissue expression, and mapping of a human photolyase homolog with similarity to plant blue-light receptors». Genomics. 37 (2): 177–82. PMID 8921389. doi:10.1006/geno.1996.0539  |hdl-access= requer |hdl= (ajuda)
  4. ↑ a b Griffin EA, Staknis D, Weitz CJ (outubro de 1999). «Light-independent role of CRY1 and CRY2 in the mammalian circadian clock». Science. 286 (5440): 768–71. PMID 10531061. doi:10.1126/science.286.5440.768 
  5. ↑ a b c d e PDB 1u3c; Brautigam CA, Smith BS, Ma Z, Palnitkar M, Tomchick DR, Machius M, Deisenhofer J (agosto de 2004). «Structure of the photolyase-like domain of cryptochrome 1 from Arabidopsis thaliana». Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (33): 12142–7. Bibcode:2004PNAS..10112142B. PMC 514401Acessível livremente. PMID 15299148. doi:10.1073/pnas.0404851101Acessível livremente 
  6. ↑ Hore PJ, Mouritsen H (julho de 2016). «The Radical-Pair Mechanism of Magnetoreception». Annual Review of Biophysics. 45 (1): 299–344. PMID 27216936. doi:10.1146/annurev-biophys-032116-094545 
  7. ↑ Darwin C (1881). The Power of Movement in Plants. New York: D. Appleton and Company 
  8. ↑ Ahmad M, Cashmore AR (novembro de 1993). «HY4 gene of A. thaliana encodes a protein with characteristics of a blue-light photoreceptor». Nature. 366 (6451): 162–6. Bibcode:1993Natur.366..162A. PMID 8232555. doi:10.1038/366162a0 
  9. ↑ Thompson CL, Sancar A (2004). «Cryptochrome: Discovery of a Circadian Photopigment». In: Lenci F, Horspool WM. CRC handbook of organic photochemistry and photobiology. Boca Raton: CRC Press. pp. 1381–89. ISBN 978-0-8493-1348-6 
  10. ↑ Todo T, Ryo H, Yamamoto K, Toh H, Inui T, Ayaki H, et al. (abril de 1996). «Similarity among the Drosophila (6-4)photolyase, a human photolyase homolog, and the DNA photolyase-blue-light photoreceptor family». Science. 272 (5258): 109–12. Bibcode:1996Sci...272..109T. PMID 8600518. doi:10.1126/science.272.5258.109 
  11. ↑ Kobayashi K, Kanno S, Smit B, van der Horst GT, Takao M, Yasui A (novembro de 1998). «Characterization of photolyase/blue-light receptor homologs in mouse and human cells». Nucleic Acids Research. 26 (22): 5086–92. PMC 147960Acessível livremente. PMID 9801304. doi:10.1093/nar/26.22.5086 
  12. ↑ Weber S (fevereiro de 2005). «Light-driven enzymatic catalysis of DNA repair: a review of recent biophysical studies on photolyase». Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 1707 (1): 1–23. PMID 15721603. doi:10.1016/j.bbabio.2004.02.010Acessível livremente 
  13. ↑ «MolProbity Ramachandran analysis,1U3C, model 1» (PDF). www.rcsb.org. Consultado em 13 de abril de 2011. Arquivado do original (PDF) em 21 de outubro de 2012 
  14. ↑ Nelson DR, Lehninger AL, Cox M (2005). Lehninger Principles of Biochemistry. New York: W.H. Freeman. ISBN 978-0-7167-4339-2  Verifique o valor de |url-access=registration (ajuda)
  15. ↑ Hsu DS, Zhao X, Zhao S, Kazantsev A, Wang RP, Todo T, et al. (novembro de 1996). «Putative human blue-light photoreceptors hCRY1 and hCRY2 are flavoproteins». Biochemistry. 35 (44): 13871–7. PMID 8909283. doi:10.1021/bi962209o 
  16. ↑ Nefissi R, Natsui Y, Miyata K, Oda A, Hase Y, Nakagawa M, et al. (maio de 2011). «Double loss-of-function mutation in EARLY FLOWERING 3 and CRYPTOCHROME 2 genes delays flowering under continuous light but accelerates it under long days and short days: an important role for Arabidopsis CRY2 to accelerate flowering time in continuous light». Journal of Experimental Botany. 62 (8): 2731–44. PMID 21296763. doi:10.1093/jxb/erq450Acessível livremente 
  17. ↑ Pedmale UV, Huang SC, Zander M, Cole BJ, Hetzel J, Ljung K, et al. (janeiro de 2016). «Cryptochromes Interact Directly with PIFs to Control Plant Growth in Limiting Blue Light». Cell. 164 (1–2): 233–245. PMC 4721562Acessível livremente. PMID 26724867. doi:10.1016/j.cell.2015.12.018 
  18. ↑ Song SH, Dick B, Penzkofer A, Pokorny R, Batschauer A, Essen LO (outubro de 2006). «Absorption and fluorescence spectroscopic characterization of cryptochrome 3 from Arabidopsis thaliana». Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. 85 (1): 1–16. PMID 16725342. doi:10.1016/j.jphotobiol.2006.03.007 
  19. ↑ Hoang N, Bouly JP, Ahmad M (janeiro de 2008). «Evidence of a light-sensing role for folate in Arabidopsis cryptochrome blue-light receptors». Molecular Plant. 1 (1): 68–74. PMID 20031915. doi:10.1093/mp/ssm008Acessível livremente 
  20. ↑ Müller P, Bouly JP (janeiro de 2015). «Searching for the mechanism of signalling by plant photoreceptor cryptochrome». FEBS Letters. 589 (2): 189–92. PMID 25500270. doi:10.1016/j.febslet.2014.12.008 
  21. ↑ Müller P, Bouly JP, Hitomi K, Balland V, Getzoff ED, Ritz T, Brettel K (junho de 2014). «ATP binding turns plant cryptochrome into an efficient natural photoswitch». Scientific Reports. 4. 5175 páginas. Bibcode:2014NatSR...4E5175M. PMC 4046262Acessível livremente. PMID 24898692. doi:10.1038/srep05175 
  22. ↑ Cailliez F, Müller P, Gallois M, de la Lande A (setembro de 2014). «ATP binding and aspartate protonation enhance photoinduced electron transfer in plant cryptochrome». Journal of the American Chemical Society. 136 (37): 12974–86. PMID 25157750. doi:10.1021/ja506084f 
  23. ↑ Berndt A, Kottke T, Breitkreuz H, Dvorsky R, Hennig S, Alexander M, Wolf E (abril de 2007). «A novel photoreaction mechanism for the circadian blue light photoreceptor Drosophila cryptochrome». The Journal of Biological Chemistry. 282 (17): 13011–21. PMID 17298948. doi:10.1074/jbc.M608872200Acessível livremente 
  24. ↑ Song SH, Oztürk N, Denaro TR, Arat NO, Kao YT, Zhu H, et al. (junho de 2007). «Formation and function of flavin anion radical in cryptochrome 1 blue-light photoreceptor of monarch butterfly». The Journal of Biological Chemistry. 282 (24): 17608–12. PMID 17459876. doi:10.1074/jbc.M702874200Acessível livremente 
  25. ↑ Oztürk N, Song SH, Selby CP, Sancar A (fevereiro de 2008). «Animal type 1 cryptochromes. Analysis of the redox state of the flavin cofactor by site-directed mutagenesis». The Journal of Biological Chemistry. 283 (6): 3256–63. PMID 18056988. doi:10.1074/jbc.M708612200Acessível livremente 
  26. ↑ a b c d Ozturk N, Selby CP, Annayev Y, Zhong D, Sancar A (janeiro de 2011). «Reaction mechanism of Drosophila cryptochrome». Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (2): 516–21. Bibcode:2011PNAS..108..516O. PMC 3021015Acessível livremente. PMID 21187431. doi:10.1073/pnas.1017093108Acessível livremente 
  27. ↑ Rivera AS, Ozturk N, Fahey B, Plachetzki DC, Degnan BM, Sancar A, Oakley TH (abril de 2012). «Blue-light-receptive cryptochrome is expressed in a sponge eye lacking neurons and opsin». The Journal of Experimental Biology. 215 (Pt 8): 1278–86. PMC 3309880Acessível livremente. PMID 22442365. doi:10.1242/jeb.067140 
  28. ↑ Klarsfeld A, Malpel S, Michard-Vanhée C, Picot M, Chélot E, Rouyer F (fevereiro de 2004). «Novel features of cryptochrome-mediated photoreception in the brain circadian clock of Drosophila». The Journal of Neuroscience. 24 (6): 1468–77. PMC 6730330Acessível livremente. PMID 14960620. doi:10.1523/JNEUROSCI.3661-03.2004 
  29. ↑ Somers DE, Devlin PF, Kay SA (novembro de 1998). «Phytochromes and cryptochromes in the entrainment of the Arabidopsis circadian clock». Science. 282 (5393): 1488–90. PMID 9822379. doi:10.1126/science.282.5393.1488 
  30. ↑ a b Emery P, Stanewsky R, Helfrich-Förster C, Emery-Le M, Hall JC, Rosbash M (maio de 2000). «Drosophila CRY is a deep brain circadian photoreceptor». Neuron. 26 (2): 493–504. PMID 10839367. doi:10.1016/S0896-6273(00)81181-2Acessível livremente 
  31. ↑ Reppert SM, Weaver DR (agosto de 2002). «Coordination of circadian timing in mammals». Nature. 418 (6901): 935–41. Bibcode:2002Natur.418..935R. PMID 12198538. doi:10.1038/nature00965 
  32. ↑ Zhu H, Sauman I, Yuan Q, Casselman A, Emery-Le M, Emery P, Reppert SM (janeiro de 2008). «Cryptochromes define a novel circadian clock mechanism in monarch butterflies that may underlie sun compass navigation». PLOS Biology. 6 (1): e4. PMC 2174970Acessível livremente. PMID 18184036. doi:10.1371/journal.pbio.0060004 
  33. ↑ Zhu H, Yuan Q, Briscoe AD, Froy O, Casselman A, Reppert SM (dezembro de 2005). «The two CRYs of the butterfly». Current Biology. 15 (23): R953–4. PMID 16332522. doi:10.1016/j.cub.2005.11.030Acessível livremente 
  34. ↑ a b c Emery P, So WV, Kaneko M, Hall JC, Rosbash M (novembro de 1998). «CRY, a Drosophila clock and light-regulated cryptochrome, is a major contributor to circadian rhythm resetting and photosensitivity». Cell. 95 (5): 669–79. PMID 9845369. doi:10.1016/S0092-8674(00)81637-2Acessível livremente 
  35. ↑ Stanewsky R, Kaneko M, Emery P, Beretta B, Wager-Smith K, Kay SA, et al. (novembro de 1998). «The cryb mutation identifies cryptochrome as a circadian photoreceptor in Drosophila». Cell. 95 (5): 681–92. PMID 9845370. doi:10.1016/S0092-8674(00)81638-4Acessível livremente 
  36. ↑ Vitaterna MH, Selby CP, Todo T, Niwa H, Thompson C, Fruechte EM, et al. (outubro de 1999). «Differential regulation of mammalian period genes and circadian rhythmicity by cryptochromes 1 and 2». Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 96 (21): 12114–9. Bibcode:1999PNAS...9612114V. PMC 18421Acessível livremente. PMID 10518585. doi:10.1073/pnas.96.21.12114Acessível livremente 
  37. ↑ a b Busza A, Emery-Le M, Rosbash M, Emery P (junho de 2004). «Roles of the two Drosophila CRYPTOCHROME structural domains in circadian photoreception». Science. 304 (5676): 1503–6. Bibcode:2004Sci...304.1503B. PMID 15178801. doi:10.1126/science.1096973 
  38. ↑ Dunlap JC (janeiro de 1999). «Molecular bases for circadian clocks». Cell. 96 (2): 271–90. PMID 9988221. doi:10.1016/S0092-8674(00)80566-8Acessível livremente 
  39. ↑ Fogle KJ, Parson KG, Dahm NA, Holmes TC (março de 2011). «CRYPTOCHROME is a blue-light sensor that regulates neuronal firing rate». Science. 331 (6023): 1409–13. Bibcode:2011Sci...331.1409F. PMC 4418525Acessível livremente. PMID 21385718. doi:10.1126/science.1199702 
  40. ↑ Sancar A, Lindsey-Boltz LA, Kang TH, Reardon JT, Lee JH, Ozturk N (junho de 2010). «Circadian clock control of the cellular response to DNA damage». FEBS Letters. 584 (12): 2618–25. PMC 2878924Acessível livremente. PMID 20227409. doi:10.1016/j.febslet.2010.03.017 
  41. ↑ Miyamoto Y, Sancar A (maio de 1998). «Vitamin B2-based blue-light photoreceptors in the retinohypothalamic tract as the photoactive pigments for setting the circadian clock in mammals». Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95 (11): 6097–102. Bibcode:1998PNAS...95.6097M. PMC 27591Acessível livremente. PMID 9600923. doi:10.1073/pnas.95.11.6097Acessível livremente 
  42. ↑ Selby CP, Thompson C, Schmitz TM, Van Gelder RN, Sancar A (dezembro de 2000). «Functional redundancy of cryptochromes and classical photoreceptors for nonvisual ocular photoreception in mice». Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97 (26): 14697–702. Bibcode:2000PNAS...9714697S. PMC 18981Acessível livremente. PMID 11114194. doi:10.1073/pnas.260498597Acessível livremente 
  43. ↑ Hattar S, Liao HW, Takao M, Berson DM, Yau KW (fevereiro de 2002). «Melanopsin-containing retinal ganglion cells: architecture, projections, and intrinsic photosensitivity». Science. 295 (5557): 1065–70. Bibcode:2002Sci...295.1065H. PMC 2885915Acessível livremente. PMID 11834834. doi:10.1126/science.1069609 
  44. ↑ Hoang N, Schleicher E, Kacprzak S, Bouly JP, Picot M, Wu W, et al. (julho de 2008). Schibler U, ed. «Human and Drosophila cryptochromes are light activated by flavin photoreduction in living cells». PLOS Biology. 6 (7): e160. PMC 2443192Acessível livremente. PMID 18597555. doi:10.1371/journal.pbio.0060160 
  45. ↑ Sato TK, Yamada RG, Ukai H, Baggs JE, Miraglia LJ, Kobayashi TJ, et al. (março de 2006). «Feedback repression is required for mammalian circadian clock function». Nature Genetics. 38 (3): 312–9. PMC 1994933Acessível livremente. PMID 16474406. doi:10.1038/ng1745 
  46. ↑ a b Ukai-Tadenuma M, Yamada RG, Xu H, Ripperger JA, Liu AC, Ueda HR (janeiro de 2011). «Delay in feedback repression by cryptochrome 1 is required for circadian clock function» (PDF). Cell. 144 (2): 268–81. PMID 21236481. doi:10.1016/j.cell.2010.12.019 
  47. ↑ Heyers D, Manns M, Luksch H, Güntürkün O, Mouritsen H (setembro de 2007). Iwaniuk A, ed. «A visual pathway links brain structures active during magnetic compass orientation in migratory birds». PLOS ONE. 2 (9): e937. Bibcode:2007PLoSO...2..937H. PMC 1976598Acessível livremente. PMID 17895978. doi:10.1371/journal.pone.0000937Acessível livremente 
  48. ↑ Gegear RJ, Casselman A, Waddell S, Reppert SM (agosto de 2008). «Cryptochrome mediates light-dependent magnetosensitivity in Drosophila». Nature. 454 (7207): 1014–8. Bibcode:2008Natur.454.1014G. PMC 2559964Acessível livremente. PMID 18641630. doi:10.1038/nature07183 
  49. ↑ Ahmad M, Galland P, Ritz T, Wiltschko R, Wiltschko W (fevereiro de 2007). «Magnetic intensity affects cryptochrome-dependent responses in Arabidopsis thaliana». Planta. 225 (3): 615–24. PMID 16955271. doi:10.1007/s00425-006-0383-0. Resumo divulgativo – Centre national de la recherche scientifique 
  50. ↑ Harris SR, Henbest KB, Maeda K, Pannell JR, Timmel CR, Hore PJ, Okamoto H (dezembro de 2009). «Effect of magnetic fields on cryptochrome-dependent responses in Arabidopsis thaliana». Journal of the Royal Society, Interface. 6 (41): 1193–205. PMC 2817153Acessível livremente. PMID 19324677. doi:10.1098/rsif.2008.0519 
  51. ↑ Rodgers CT, Hore PJ (janeiro de 2009). «Chemical magnetoreception in birds: the radical pair mechanism». Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (2): 353–60. Bibcode:2009PNAS..106..353R. PMC 2626707Acessível livremente. PMID 19129499. doi:10.1073/pnas.0711968106Acessível livremente 
  52. ↑ Biskup T, Schleicher E, Okafuji A, Link G, Hitomi K, Getzoff ED, Weber S (2009). «Direct observation of a photoinduced radical pair in a cryptochrome blue-light photoreceptor». Angewandte Chemie. 48 (2): 404–7. PMC 4329312Acessível livremente. PMID 19058271. doi:10.1002/anie.200803102 
  53. ↑ Müller P, Ahmad M (junho de 2011). «Light-activated cryptochrome reacts with molecular oxygen to form a flavin-superoxide radical pair consistent with magnetoreception». The Journal of Biological Chemistry. 286 (24): 21033–40. PMC 3122164Acessível livremente. PMID 21467031. doi:10.1074/jbc.M111.228940Acessível livremente 
  54. ↑ Chandler D, Ilia Solov'yov I, Schulten K. «Cryptochrome and Magnetic Sensing». Beckman Institute for Advanced Science and Technology, University of Illinois Urbana–Champaign. Consultado em 14 de abril de 2011 
  55. ↑ a b Müller P, Yamamoto J, Martin R, Iwai S, Brettel K (novembro de 2015). «Discovery and functional analysis of a 4th electron-transferring tryptophan conserved exclusively in animal cryptochromes and (6-4) photolyases». Chemical Communications. 51 (85): 15502–5. PMID 26355419. doi:10.1039/C5CC06276D 
  56. ↑ a b Cailliez F, Müller P, Firmino T, Pernot P, de la Lande A (fevereiro de 2016). «Energetics of Photoinduced Charge Migration within the Tryptophan Tetrad of an Animal (6-4) Photolyase». Journal of the American Chemical Society. 138 (6): 1904–15. PMID 26765169. doi:10.1021/jacs.5b10938 
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